Ctenophores are “hard-to-preserve” animals – although they are not hard at all. Anyone who already poured a Mnemiopsis into a jar with formalin knows what I am talking about: the animal simply dissolves! When put into ethanol it is no different: the ctenophore becomes a milky jelly and rarely can you see an intact comb row (see photo below). The identification of the ctenophore after using these traditional preservation solutions becomes an impossible task! So, what can we do to identify and quantify ctenophores from zooplankton samples? How can we prepare samples for zoological collections? This is just one of the challenges for those who work with ctenophores.
Well, first of all I want to stress that it is possible to preserve some species in traditional preservation solutions (Beroe spp. and Pleurobrachia spp., for example). In my lab collection, I have some few Pleurobrachia bachei that Dr. André Morandini brought me from Helgoland (Germany) in 2002. I also have a Beroe ovata specimen collected in Cananéia (an estuary in Southeastern Brazilian Coast) in 1964, that was fixed in formalin and then preserved in ethanol (see the left photo above). Regarding B. ovata, I had good results preserving specimens in 5% neutralized formalin, although the organisms shrank to 50% afterwards. Nevertheless, my B. ovata specimens fixed in 2005 are still easily identifiable (see the right photo above). This allowed me to deposit some samples in the Invertebrate Collection of the Zoology Museum, University of São Paulo.
However these cases are exceptions. Most of the species do not resist traditional preservation solutions. However, there are some techniques for the preservation of fragile ctenophores described in the literature. I tried some of these techniques and got reasonable results for Mnemiopsis using the tri-chloroacetic acid solution described by Adams et al. (1976) (as can be seem in the photo above). The disadvantage of this method is that the sample becomes opaque and remains fragile. Six years after fixation I am still afraid of damaging it with simple manipulation.
Two short communications published online recently in the Journal of Plankton Research (Engell-Sørensen et al., 2009; Sullivan & Gifford, 2009) proposed a solution in the quest of Mnemiopsis preservation: the use of acid Lugol’s solution. The Danish team, leaded by Kirsten Engell-Sørensen, after testing different concentrations of acid Lugol, concluded that adult specimens are efficiently preserved in a 2 to 5% solution, for at least three months (see photo above). Larvae are better preserved at a 5% acid Lugol’s solution for up to one year, as suggested by the Americans Lindsay Sullivan and Dian Gifford (see photos of living and preserved larvae below).
Acid Lugol’s solution seems to be an efficient technique for fragile ctenophore preservation, but the method still needs to be tested for really long periods and on other fragile ctenophore species. I will certainly try the technique and hope it can be a key in establishing zoological collections of ctenophores. Just to give perspective of the taxonomist’s problem, there are only 188 samples of Ctenophora in the Invertebrate Zoology collection of the National Museum of Natural History of the Smithsonian Institute – and most are just dissolved jelly!Complete references:
- Adams H.R., Flerchinger A.P. & Steedman H.F. 1976. Ctenophora fixation and preservation. In Steedman H.F. (ed.) Zooplankton fixation and preservation. Unesco Press, Paris, pp. 270-271.
- Engell-Sørensen K., Andersen P. & Holmstrup M. 2009. Preservation of the invasive ctenophore Mnemiopsis leidyi using acidic Lugol’s solution. Journal of Plankton Research, Advance Access published May 25, 2009. DOI:10.1093/plankt/fbp030.
- Sullivan L.J. & Gifford D.J. 2009. Preservation of the larval ctenophore Mnemiopsis leidyi A. Agassiz (Ctenophora, Lobata). Journal of Plankton Research, Advance Access published May 14, 2009. DOI:10.1093/plankt/fbp031.
English version revised by Dr. Carl Thurman II. Thanks Carl!
[Versão em Português]
Como fazer para fixar ctenóforos?
Os ctenóforos são animais difíceis de fixar. Qualquer um que já tenha colocado um Mnemiopsis no formol sabe do que estou falando: a mesogléia do animal extravasa, tornando a amostra uma “sopa de muco”. No álcool não é muito diferente: a amostra se torna uma solução esbranquiçada onde raramente se consegue observar uma fileira de ctenos ainda intacta (vide primeira foto). A identificação do ctenóforo nesses casos passa a ser uma tarefa impossível! Mas então, como fazer para identificar e quantificar ctenóforos em amostras de zooplâncton? Como depositar espécimes em coleções zoológicas? Esses são alguns dos desafios que nós, ctenoforólogos, enfrentamos no dia-a-dia.
Bom, antes de qualquer coisa é preciso notar que algumas espécies respondem relativamente bem aos fixadores tradicionais. É o caso das espécies dos gêneros Beroe e Pleurobrachia. Em minha coleção tenho alguns espécimes de Pleurobrachia bachei fixados em formol, que me foram trazidas de Helgoland (Alemanha) pelo Dr. André Morandini em 2002. Além disso, possuo um espécime de Beroe ovata coletado em Cananéia em 1964, fixado em formol e posteriormente preservado em álcool (vide à esquerda da segunda foto). Com B. ovata, inclusive, tenho uma boa experiência de fixação, já que consegui até mesmo depositar algumas amostras no Museu de Zoologia da USP. Para esses organismos, a solução de formalina neutralizada a 5% tem se mostrado muito eficiente, resultando em organismos bem fixados, embora estes tendam a encolher em até 50% do tamanho original (vide à direita da segunda foto).
Mas esses casos são uma exceção. A grande maioria das espécies se desintegra na presença dos fixadores tradicionais, o que acarreta em problemas para quem deseja identificar e quantificar espécimes oriundos de amostragens de plâncton. Existem na literatura algumas fórmulas para a fixação de ctenóforos frágeis, como Mnemiopsis leidyi, por exemplo. Eu particularmente já tentei várias dessas fórmulas e obtive resultados razoáveis apenas com a solução fixadora a base de ácido tri-cloroacético, proposta por Adams et al. (1976), como pode ser observado na terceira foto. O problema é que o material, além de se tornar opaco, continua extremamente frágil, de forma que mesmo seis anos após a fixação, continuo tendo medo de tirar a amostra do frasco.
Duas notas publicadas recentemente no Journal of Plankton Research (Engell-Sørensen et al., 2009; Sullivan & Gifford, 2009) propõem uma solução para o problema da fixação de Mnemiopsis: o uso de uma solução de lugol ácido. A equipe dinamarquesa liderada por Kirsten Engell-Sørensen realizou testes com diferentes concentrações do lugol ácido, concluindo que a fixação de espécimes adultos em solução entre 2 e 5% é eficiente, garantindo boa preservação mesmo após três meses (vide quarta foto). Já os americanos Lindsay Sullivan e Dian Gifford sugerem melhores resultados para a fixação de larvas em solução a 5% (veja aspecto da larva viva, à esquerda, e posteriormente fixada, à direita, na quinta foto).
Embora pareça haver uma boa eficiência na fixação com lugol em curto prazo, é importante frisar que a técnica ainda precisa ser testada para a preservação desses organismos em longo prazo, bem como em outros ctenóforos ainda mais frágeis que Mnemiopsis. Eu certamente testarei a técnica e espero que esta seja uma solução para a montagem de futuras coleções zoológicas de ctenóforos. Só para se ter uma idéia, existem apenas 188 lotes de Ctenophora depositados no Museu de História Natural do Instituto Smithsonian, a maioria contendo apenas gelatina dissolvida!
Texto de Otto M. P. Oliveira (CEBIMar-USP).
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